实验动物学的基本技术操作ppt课件.ppt
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1、Basic operating techniques for animal experiments,动物实验基本操作技术,陈丽颖 130 1550 6893 ,这些规范和操作对动物实验室条件、工作人员素质、技术水平和操作方法都要求标准化,包括动物实验过程中消毒剂选择、消毒方法、动物实验前准备、动物实验技术操作、样品采集等各个环节。,动物实验操作的总要求: 达到良好实验室操作规范(good laboratory practice,GLP)和标准操作程序(standard operating procedure,SOP)。,动物实验操作是畜牧兽医学科研究生必须熟练掌握的基本功。 由于研究目的不同,
2、动物实验的操作技术方法多种多样,但其基本操作技术方法是一样的。,中国农业出版社,2012第1版。定价:180,内 容 提 要,一、实验动物的分组与编号 二、实验动物的抓取与固定 三、实验动物的被毛去除技术 四、实验动物给药技术 五、实验动物麻醉技术 六、实验动物各种体液标本的采集方法 七、实验动物安乐死技术 八、尸体剖检及脏器标本采集原则及检验方法,(详见兽医实验动物学第十章第二节“动物实验操作技术” ),一、实验动物的分组与编号,(一)实验动物性别的鉴定 1 鉴别小、大鼠的性别 2 鉴别豚鼠的性别 3 鉴别家兔的性别 4 鉴别鸡的性别 (二)实验动物编号和标记方法 1 染色法 2 挂牌法 3
3、 耳号法 4 纹身法(黔刺法) 5 剪毛法 6 打孔或剪趾、剪耳、剪尾法 7 烙印法 8 电子标识,(一)实验动物性别的鉴定,鉴别小、大鼠的性别:根据外生殖器与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别。一般间隔短的是雄性。 鉴别豚鼠的性别:雌性外生殖器阴蒂突起比较小;雄性外生殖器处有包皮覆盖的阴茎的小隆起。 鉴别家兔的性别:新生仔兔是根据肛门和尿道口之间的距离以及尿道开口部形态来判断雌雄。雄性的肛门和尿道口间距是雌性的1.52倍;雌的尿道口形态是裂缝、细长形,雄的则是圆筒形。 鉴别鸡的性别:根据生殖突起来鉴别。常在雏鸡出壳后812小时之内进行。方法:将雏鸡握在手中,排除粪便,将头夹在中指与无名
4、指之间,大拇指固定肛门上方,用右手大拇指和食指轻按肛门旁边使肛门翻开,在亮光下如看到很小的粒状阴茎突起就是雄性,无突起的是雌雏鸡。,(二)实验动物编号和标记方法,1 染色法 2 挂牌法 3 耳号法 4 纹身法(黔刺法) 5 剪毛法 6 打孔或剪趾、剪耳、剪尾法 7 烙印法 8 电子标识,标记的方法很多,但基本原则是:号码清楚、耐久、简便、易认和适用。,染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染,或用不同颜色等来区别各组动物,是实验室最常用、最容易掌握的方法。 常用的标记溶液有: 3 5苦味酸溶液(黄色); 0.5中性红或品红溶液(红色); 2硝酸银溶液 (咖啡色,涂后需光照10
5、min); 煤焦油酒精溶液(黑色); 龙胆紫溶液(紫色)。,1、染色法(Staining),1、染色法(Staining),编号的原则是:先左后右,从前到后。若动物编号是二位数或三位数,则采用2种或3种不同颜色分别代表不同位数(个位、十位、百位),标记的原则同上。,左前肢:1号, 左侧腹部:2号, 左后肢:3号, 头顶部: 4号, 腰背部:5号, 尾基部: 6号, 右前肢:7号, 右侧腰部:8号, 右后肢:9号。,小鼠的染色标记方法,若动物编号超过10或更大数字时,可使用上述两种不同颜色的溶液,即把一种颜色作为个位数,另一种颜色作为十位数。这种交互使用可编到99号。(如红色为十位,黄色为个位)
6、。,染色法多用于实验周期较短、动物数量不多的情况,不宜用于长期实验。 此法主要用于大、小鼠、豚鼠和白色家兔。,挂牌法可用来标记多种动物,一般用于兔、豚鼠标记。犬、猴、猫等动物有时可挂在颈部或笼箱或链条上。 使用自制的或购买的烙压有编号的圆形或方形牌(铝、不锈钢或者塑胶等材料),或将号码按实验分组编号烙在动物颈圈皮带上,将其固定在动物颈部。也可挂在实验动物的耳部、肢体或笼具上。,2、 挂牌法,3、耳号法,用刺数钳(耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵,用耳号钳刺上号码,然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。 该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。,用7号或8号注射
7、针头蘸取少量碳素墨水,在动物唇的内侧、耳部、前后肢以及尾部等少毛部位进行纹身,刺出相应数字。用黑墨涂在打号局部,数天后黑墨浸入皮下,显示出蓝黑色字号。 该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下,也可用于兔、狗等动物。 目前有市售的兔用打号器,原理与此相同,附带有不同数字和符号的针刺字号。,4、 纹身法(黔刺法),5、剪毛法,该法适用于大、中型动物,如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码,此法编号清楚可靠,仅适于短期观察。,6、打孔或剪趾、剪耳、剪尾法,耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号,根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少,来表示一定的号码。 也可用剪刀在耳廓上
8、剪出缺口作为标记。 该法常在饲养大量动物时作为终身号采用(下页图)。,剪趾、剪尾、剪耳若可能损害动物的生命时,必须选择其他的标记方法。当其是唯一可行的方法时,要报请动物管理委员会审查批准。,7、烙印法,是一种直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法。方法是将标记号码烙印在大动物(如犬等)的耳、面、鼻、四肢等部位皮肤上。 烙印后应于伤口处涂抹酒精黑墨等颜料,即可清楚读出号码。 该法对实验动物可造成轻微损伤,操作时宜轻巧、敏捷,以减少痛苦。,8、电子标识,动物电子标识(Animal Electronic Identification)又被称为“动物电子身份证”,是用来标识动物属性的一种具有信息存储
9、和处理能力的无线射频标识(Radio frequency identification devices,RFID),标识内置集成电路(IC芯片),用于动物信息存贮、识读和数据通信、交换。 使用动物电子标识可以实现对动物的全过程、可追溯管理,在动物识别及建立“动物标识及疫病可追溯体系”方面具有极大的应用前景。,根据不同用途,动物电子标识可封装成注射植入型、耳挂型、留胃型和脚环型等多种形式。,8、电子标识,二、实验动物的抓取与固定,1、小鼠(mouse)的抓取与固定 2、大鼠(rat)的抓取与固定 3、豚鼠(Guinea pig )的抓取与固定 4、家兔(rabbit)的抓取与固定 5、犬(dog
10、)的抓取与固定 6、猪(pig)的抓取固定方法,小鼠的抓取,小鼠的固定方法,台面固定,固定架固定,手 持 固 定,抓取方法基本同小鼠,但最好戴防护手套。,大鼠的抓取与固定,大鼠的尾静脉采血和手术操作需固定大鼠。 麻醉后置于大鼠实验板上(仰卧位),先用线固定好四肢,然后用棉线将大鼠两上门齿固定于实验板上。 如做大鼠尾静脉注射,可将大鼠置于固定器内,使鼠尾留在外面进行操作。,固定板固定大鼠,豚鼠的抓取与固定,家兔的抓取,Which is wrong?,兔头固定,台式固定,手持固定,5、犬(dog)的抓取与固定 经过驯服的犬抓取是很方便的,而未经驯服的犬抓取时,要用特制的钳式长柄犬夹夹住颈部,使犬头
11、向上,颈部拉直,再套上犬链。 急性实验用犬,可用犬夹夹住犬颈部后,将它压倒在地,由助手将其四肢固定好。,犬嘴的捆绑方法,狗的头部固定器,手术台固定,抓取猪时,一人从背后紧抓猪的两耳将其提起,使其臀部着地,两腿膝部合拢将其躯干夹住。,猪的抓取与固定,小猪的抓取,带柄绳套及其用法,三角架固定,固定带悬吊固定,猪固定带,实验中如需从猪静脉取血、注射或输液时,或要在猪腹部或颈部操作时,可将猪仰放在“V“字型槽内进行固定,也可用木制三角固定架和帆布吊兜来固定小型猪。,马的六柱栏保定,马的二柱栏保定,提拉前肢倒牛法,一条绳倒牛法,旋转式尾栏挤压笼,十字军式挤压笼,三、实验动物的被毛去除技术,动物被毛去除方
12、法有拔毛法、剪毛法、剃毛法和脱毛法等。 (一)拔毛法 一般适用于大鼠、小鼠、鸡、家兔、羊和狗的体表静脉采血、皮下和腹腔注射或动、静脉穿刺等实验。 (二)剪毛法 将动物固定后,先用湿纱布蘸湿被毛,用一只手绷紧局部皮肤,另一只手用剪毛剪紧贴动物皮肤,依次将所需部位被毛剪去。 剪毛时切忌提起被毛。 此法适用于皮肤实验或外科手术实验。,三、实验动物的被毛去除技术,(三)剃毛法 剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。适用于皮肤实验或外科手术实验,尤其是大动物慢性手术时常用。 (四)脱毛剂法 一般常用于大动物作无菌手术的术野准备或观察动物皮肤血液循环和病理变化时。 具体方法:先剪短脱毛区被毛,用棉球或
13、纱布蘸取脱毛剂涂一薄层,23分钟后用温水洗去脱落的被毛,纱布擦干局部,涂一层凡士林即可。 常用的脱毛剂是硫化钠,与不同成分组成配方使用。,四、实验动物给药技术,(一)经口给药 (Oral administration) 拌料饲喂 灌胃 (二)注射法 (injection) 皮内注射(intracutaneous injection) 皮下注射(Subcutaneous injection) 腹腔注射(intraperitoneal injection) 肌内注射(intramuscular injection) 静脉注射(intravenous injection) (三)吸入给药 (四)滴鼻
14、点眼接种 (五)豚鼠或小鼠的角膜注射法,(一)经口给药,经口给药是最常用、最方便而且较安全的给药法。适宜于将药物经口服后,药物被胃肠道吸收入血,起到局部或全身的作用,以达到防治和诊断疾病的目的。 方法包括拌料饲喂和灌胃给服两种。,胃内灌注法(stomach perfusion),大鼠与小鼠的胃内灌注: 大鼠用左手拇指和食指固定头部和一侧前肢,中指和无名指固定另一肢;小鼠用拇指和食指固定头部,中指固定一侧前肢,无名指和小指固定住一侧后肢。使动物腹部朝上,头部向上有一个倾斜度。 固定好动物后,右手持注射器,使灌胃针头沿着鼠嘴侧角通过食管进入胃内,即可灌注,如很通畅,则说明针头确已进入胃内;如果不通
15、畅,动物挣扎或者发生呕吐,则表示针头没有进入胃内,应将针头拔出重操作。,小鼠灌胃方法,大鼠灌胃方法,符合良好操作规范的各种实验动物的一次给药量,(二)注射 (injection),皮内注射是将药液注入动物皮肤的表皮和真皮之间。常用于免疫评价、炎症和敏感性应答等试验。 注射时,皮内注射针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内(表皮与真皮之间),然后推液。 兔、豚鼠和大鼠的皮内注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。 根据皮肤的厚度,注射量为0.05 mL 0.1 mL。,1 皮内注射(Intracutaneous injection),(二)注射 (injection),实验者用左手拇指和食指轻轻提起皮肤,右手持
16、注射器将针头斜刺入皮下(真皮下) ,以能轻松摆动针头为准。轻抽无回血后,可将药液缓慢注入。注射后形成的小泡因为皮下组织疏松而很快消失。 一般选择后肢大腿外侧、颈背部或下腹部腹中线对侧皮下等皮下脂肪较少的部位。,2 皮下注射(Subcutaneous injection),(二)注射,进行大鼠、小鼠腹腔注射时,实验者可先用左手抓取和保定动物,使其腹部向上,头略低于尾部,右手持注射器在腹部的下l/3处靠近腹中线的两侧,朝头方向平行刺入皮肤0.5cm1cm,再把针竖起呈45穿过腹肌和腹膜进入腹腔,此时应没有阻力感,然后固定针头,缓慢地注入药液。 注射量:大鼠、小鼠, 0.51ml,豚鼠、兔, 5m1
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