第三章动物实验的基本操作技术.doc

《第三章动物实验的基本操作技术.doc》由会员分享，可在线阅读，更多相关《第三章动物实验的基本操作技术.doc（35页珍藏版）》请在三一文库上搜索。

1、第三章 动物实验基本操作技能第一节 实验动物的种类实验动物（experimental animal）指通过科学方法培育、繁殖和饲养而成并供医学、生物学实验使用的动物。通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体具有较好的遗传均一性以及对外来刺激的敏感性和实验重复性，这些动物属于高质量的实验动物。常用实验动物的种类及其特点如下：一、青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。是教学实验中常用的小动物。青蛙和蟾蜍的心脏具有明显的自律性，即使在离体情况下仍能保持较长时间的、有节奏地搏动，可用于机能学的实验；其坐骨神经-腓肠肌标本常用于观察各种刺激或药物对外周神经、横纹肌或神经-肌接头的作用；蛙舌与肠系膜能作为

2、观察炎症反应和微循环变化的标本；蛙的腹直肌可用于鉴定胆碱能神经药物的作用。此外，还能用于水肿和肾功能不全实验。二、小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。是医学、生物学实验中用途最广泛和最常用的动物。因其生长快，饲养消耗少，繁殖周期短，产仔多，温顺易捉，能复制出多种人类疾病的模型，适用于需大量动物的实验。如半数致死量或半数有效量的测定、药物的筛选、药物效价比较等。也适用于避孕药、抗肿瘤药、中枢神经系统、缺氧等方面的研究。三、大白鼠同属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。牙齿锋利，性情较凶，当受惊、被挑逗或较强的刺激时容易发怒咬人。雄性大白鼠之间常发生殴斗和咬伤。大白鼠也具有小白鼠的其他优点。因为可复制出多种的病理

3、过程和疾病模型，对创伤的耐受性较强以及个体较小白鼠大，所以用途广泛。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠进行研究，如水肿、炎症、休克、胃酸分泌、胃排空、高血压、心功能不全、脏器的缺血-再灌注损伤、黄疸、肾功能不全等。大白鼠的踝关节还用于观察药物抗炎作用等实验。四、豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。性情温顺。对组胺敏感并易于致敏，故常选用于复制变态反应性疾病的动物模型和研究抗过敏药如平喘药和抗组胺药的实验。豚鼠对结核菌敏感，故也常用于抗结核病药的治疗研究。此外，还用于钾代谢障碍、酸碱平衡紊乱的实验研究，豚鼠的心房和乳头肌可用于心肌电生理等实验。五、家兔属哺乳纲，啮齿目，兔科。

4、品种多，常用的有青紫蓝兔、中国本地兔(白家兔)、新西兰白兔和大耳白兔。青紫蓝兔体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。中国本地兔(白家兔)抵抗力较青紫蓝兔差。新西兰白兔是引进的大型优良品种，成熟兔体重在45.5kg。大耳白兔耳朵较长较大、血管清晰、皮肤白色，但抵抗力较差。家兔性情温顺，个体较大，便于静脉注射、灌胃和取血。是机能学教学实验中最常用的动物。可用于影响呼吸、血压、尿生成和中枢神经系统功能的因素以及药物的实验研究；还可用于水肿、炎症、钾代谢障碍、酸碱平衡紊乱、缺氧、DIC、休克、心力衰竭等研究。由于兔体温变化较敏感，也常用于体温实验及致热原检测、发热的实验研究。六、猫与家兔相比，猫的血

5、压比较稳定，对手术创伤的耐受性较好，故常用于观察血压的实验。此外，猫也用于心血管药、镇咳药和中枢神经系统的药物的实验研究。七、狗哺乳纲，食肉目，犬科。对外环境适应力强。嗅觉灵敏，血液、循环、消化和神经系统均很发达，与人类较接近。狗易于驯养，经过训练能很好地配合实验；适用于多种急、慢性实验，是最常用的大动物。狗作为实验动物常用于胃肠蠕动及消化液的分泌、条件反射、高血压模型的制作及治疗、慢性毒理等慢性实验。此外，还可用于血压和呼吸的测量、酸碱平衡紊乱、DIC、休克以及实验动物外科等实验。由于狗的价格较昂贵，在教学实验中不如一些中小动物常用。第二节 实验动物的品系关于实验动物品系的分类，尚待统一明确

6、目前的分类命名有以下几种。一、按遗传学特征分类1近交系指通过连续20代或以上全兄弟姊妹或亲子(子女与年青的父母)进行交配后进行培育而成的品系。近交系能消除动物种群的杂合性，因为经过20代或以上近交培育后，动物个体之间有98%的遗传位点是纯合的，个体间遗传差异很少。据此，近交系动物也称为“纯种”。近交系动物的生育能力和生活能力都降低甚至衰退，对外界环境因素的变化也比较敏感，从而增加饲养和繁殖的难度。 由于近交系动物遗传纯合性高、个体间遗传性状差异小、特征稳定等优点，在医学和生物学研究的用途广泛，如组织的移植以及肿瘤的研究等。某些近交系动物能自发或容易诱发某些疾病或肿瘤，成为相关方面研究的动物模

7、型。2. 突变品系突变品系是在近交系动物的繁殖、培育过程中，由于下列原因而建立的动物品系：单个基因的突变、人为地将某个基因导入、采用特定的交配方式使个别位点的基因处于杂合状态。其中，某个位点上发生突变而培育出来的近交系亚系称为突变同源近交系；通过基因导入方法把一个特定基因植入近交系的基因组内培育出来的品系称为同源近交系；采用特定交配方式保持个别位点的基因处于杂合状态，这种方法培育出来的品系称为分离近交系。同一突变品系的个体间遗传特性极相似，表现出相同的遗传缺陷或病态，如侏儒、无毛等。目前已培育出多种的自然具有某些疾病的突变品系，例如肿瘤鼠、白血病鼠、贫血鼠、糖尿病鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺、无

8、毛)等。这些品系的动物大量应用于相应疾病的发病机制和防治研究，具有重大的价值。3. 杂交一代杂交一代又称为系统杂交性动物，指由两个近交系动物杂交生育的第一代后代。其遗传性状均等地决定于亲本品系，每个位点上的等位基因分别来自父系和母系。假如亲本品系间基因相同，杂交一代这个位点成为纯合基因，否则便是杂合基因。杂交一代会携带许多杂合基因，但是其个体间在遗传上是一致的。杂交一代能保持近交系动物的特点和杂交优势。近交系动物的适用范围同样适用于杂交一代，且有同样的实验效果。由于杂交一代具有杂合的遗传组成，同时能接受2个亲本品系的细胞、组织、器官以及肿瘤的移植，适用于免疫学等方面的研究。4封闭群又称远交群。

9、是一个长时期与外界隔离，雌雄个体之间能够随机交配的动物群。1973年日本实验动物研究会规定：5年以上不从外部引种,只在一定的群体中进行繁殖，为经常提供实验动物而进行生产的群体叫做封闭群。封闭群动物具有杂合特性并避免了近交，避免了出现近交衰退现象，可以大量繁殖生产。目前已培育出的封闭群动物有：昆明种小鼠、LACA小鼠、Wistar大鼠、NIH小鼠、 青紫兰兔、新西兰兔等。中国昆明种小鼠，是目前使用最多的实验动物。封闭群个体间存在杂合性，故反应性具有差异；个体间的重复性和一致性不如近交系动物好。根据这些特点，封闭群动物一般适用于药物筛选、毒理实验和教学实验使用。 5. 非纯系即一般任意交配繁殖的杂

10、种动物。杂种动物具有旺盛的生命力，适应性强，繁殖率高，生长快，易于饲养管理。个体差异大，反应性不一致，实验结果的重复性差；包含有最敏感的与最不敏感的两种极端的个体，适用于筛选性实验。杂种动物较经济，在教学实验中最常用。 6转基因动物（transgenic animal） 是指以实验方法导入外源DNA（包括同一物种DNA），在基因组内稳定整合并能遗传给后代的一类动物。1981年，人类第一次成功地将外源基因导入动物胚胎，创立了转基因动物技术。次年获得转基因小鼠。此后相继成功地培育了转基因兔、绵羊、猪、鱼、昆虫、牛、鸡、山羊、大鼠等转基因动物。根据不同的目的，转基因动物可以简单地划分为四种类型：疾病

11、型转基因动物；利用转基因动物制药；动物改良型；基础生物学研究。二、按微生物学特征分类 根据对于微生物的控制狀況，一般分為四个等級：第一級是无菌动物、第二級为特定病原体动物、第三級即为无特定病原体动物、第四級为一般动物。1.无菌动物无菌动物是指体表、体内各系统任何部位都检不出微生物、寄生虫的实验动物。这种动物是在无菌条件下剖腹产出，在无菌的、恒温、恒湿的条件下饲养，食品饮料等全部无菌，成本极为昂贵。 2.特定病原体动物是指附有特定而明确的微生物和寄生虫的动物，由前述无菌动物与原有的此种特定病原动物同居，或將特定菌种人为地给予无菌动物身上，生產成本亦甚昂貴。3. 无特定病原体动物(Specific

12、 pathogen free animal, SPF动物)是指实验动物沒有附存特定微生物或寄生虫的动物。SPF动物饲养於隔离系統中，允許常态微生物自然定着，动物带有已知的非病原微生物。以上三种动物统称为悉生动物。因其繁殖饲养条件复杂，价格昂贵，故不适用于教学。但对某些医学和生物研究具有重要意义。4. 带菌动物这类动物可能带有多种微生物和寄生虫，甚至是致病的病原体。这类动物直接饲养于开放的环境中，其培育和饲养的成本低，常用于教学实验。第三节 实验动物的选择 在医学研究中实验动物常作为人的替身，接受各种实验。选择实验动物的原则如下。一、 3R原则 3R是指Reduction（减少）、Replace

13、ment（替代）和Refine-ment（优化）。它们分别指减少试验用的动物和实验的次数；尽可能用替代物代替实验动物，如用细胞组织培养方法等；对待实验动物和动物实验工作应做到尽善尽美。二、 从病原体的标准去选择实验动物 科研实验要选用三级或以上的实验动物。这些动物已经排除了人兽共患疾病，排除了实验动物本身的传染病以及影响实验研究的相应病原体；这样能使实验研究在没有或很少有外源性干扰的情况下进行，保障实验的顺利进行和获得可靠的数据。三、 从遗传学选择实验动物 科研实验应参照实验的要求分别选择使用近交系、突变系、封闭群、杂交系及转基因动物。如选择近交系动物，应参照其遗传基因表达的表型。要求能在它们

14、的行为、生理生化、寿命、疾病、解剖、药物反应、免疫、对病原体的感受性和生殖等方面表现出来。如A系与BALB/c两个品系的小鼠在存活期、自发肿瘤、药物反应和生殖上都有明显的差异。转基因动物可根据其具体用途而选择。例如，用转基因技术等方法去掉猪的合成G抗原的半乳糖苷转移酶基因可能克服器官移植排斥反应。以上3项原则对于医学科研实验尤为重要。四、从效果上来选择实验动物 实验效果与选用的动物种属、品系有密切关系。因此，应先决定使用哪种类型动物；其次，选择动物的品系类型，如是用近交系还是封闭群；最后，具体选择实验动物的品系。 1种属的选择 动物的种系不同，实验效果也不相同。兔、鸡、鸽、猪、狗、猴等动物饲以

15、高胆固醇饮食，都可以诱发动物的高脂血症或动脉粥样硬化，但发病情况各不相同。家兔主要表现为主动脉粥样硬化；而猴、猪除有主动脉粥样硬化外，心冠状动脉前降支也形成明显的斑块，可引起大片的心肌梗塞，情况与人较相似。尽管灵长类动物取得的实验结果最有说服力；然而医学实验往往先考虑容易获得且便宜的小型动物，如小鼠、大鼠、豚鼠、家兔等。必要时再过渡至狗、猴等大型动物。不同的动物可用于目的不同的实验。例如，豚鼠易于致敏而成为过敏或变态反应研究的首选动物；家兔体温变化灵敏而常用于发热及其相关实验研究；大白鼠、家兔、狗常用于高血压的研究；小白鼠和大白鼠常作为肿瘤研究的首选动物；家兔主动脉弓压力感受器的传入神经在颈部

16、自成一束的减压神经，成为研究减压反射的首选动物；雄蛙常用作妊娠试验观察激素对排精的影响。2品系的选择 对同一致病刺激物，即使同一种系的不同品系动物，反应也不同。例如，津白II号小鼠容易致癌；津白I号小鼠就不易致癌。五、个体的选择同一品系的动物，对相同的刺激因素的反应会存在着个体差异，其原因与性别、年龄、生理状态和健康情况等有关。1. 性别不同性别对同一致病因素的反应可不同。与雌性大鼠相比，采用雄性大鼠进行心脏缺血再灌注实验容易成功。即使对性别无特殊需要，实验设计的各组动物仍宜选用雌雄各半。若性别对实验结果没有影响，亦可雌雄不拘。2. 年龄一般而言，年幼动物较成年动物敏感。动物年龄可按体重来估计

17、大体上，成年小白鼠为2030g；大白鼠为180250g；豚鼠为450700g；兔为2.22.5kg；猫为1.52.5kg；狗为915kg。急性实验首选成年动物；慢性实验最好选用年轻一些的动物。3. 生理及精神状态妊娠、授乳等特殊生理状态使动物的反应性变化明显。精神因素对实验结果也有明显的影响。当动物遭遇恐吓、虐待、创伤、疼痛等情况下，交感-肾上腺髓质系统和下丘脑-垂体-肾上腺皮质系统高度兴奋，从而明显影响循环系统、机体的代谢以及免疫功能，甚至引致应激性溃疡等应激性疾病。4. 健康性动物处于衰弱、饥饿、寒冷、疾病等情况下，实验结果可信性下降。因此，应该选用健康动物进行实验；可参照下列外部特征判

18、断哺乳动物的健康状况。 （1）一般状态：发育良好，眼睛有神，爱活动，反应灵活，食欲良好。 （2）头部：眼结膜不充血，瞳孔明亮；眼和鼻无分泌物；呼吸均匀，无罗音，无鼻翼扇动和喷嚏。 （3）皮毛：柔软、有光泽、清洁，无脱毛和蓬乱现象；皮肤无真菌感染。 （4）腹部：不膨大，肛门区清洁无稀便或分泌物。 （5）外生殖器：无损伤，无脓痂或分泌物。 （6）爪趾：无溃疡和结痂。严格来说，动物健康的判断应包括微生物和寄生虫的检测、组织学的检测等。第四节 实验动物的编号、抓拿与固定一、实验动物的编号对实验动物编号是为了辨认。狗、兔等大动物可用特制的金属号码牌固定于耳上。白色家兔和小动物可用黄色苦味酸溶液涂于身体特

19、定部位的毛上标号。如编号110将小白鼠背部分前肢、腰部、后肢的左、中、右部共九个区域。从右到左为19号，第10号不涂黄色(图3-1)。图3-1 小白鼠背部的编号 图3-2 小鼠的捉拿及固定法二、实验动物的捉拿方法1. 蛙和蟾蜍用左手握持动物，以食指和中指夹住双侧前肢。捣毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。然后退回探针向后刺入椎管内破坏脊髓。固定方法根据实验要求。2. 小鼠右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉；此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手

20、中（图3-2）。3. 大鼠捉拿及固定方法基本同小鼠。捉拿时，右手抓住鼠尾，将大鼠放在粗糙面上。用厚布盖住大鼠，左手戴上防护手套；用左手抓住整个身体并用拇指和食指紧捏大鼠的下颌骨两侧，固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免窒息。大鼠在惊恐或激怒时易将实验操作者咬伤，在捉拿时应注意(图3-3)。4. 豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手(图3-4)。5. 家兔一手捏住其颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一手托住其臀部(图3-5)。6. 猫捉拿时先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部

21、皮肤并以另一手抓其背部（图3-6）。如遇凶暴的猫，可用套网捉拿。猫的爪和牙齿锋利，勿被其抓伤或咬伤，必要时可用固定袋将猫固定。图3-3 大白鼠抓拿方法 图3-4 豚鼠抓拿取方法图3-5 家兔抓拿方法 图3-6猫抓拿方法三、实验动物的固定1狗的固定方法 （1）狗的捆绑抓狗时，二人需协作用特制的钳式长柄夹分别夹住狗颈部和腰部并将狗掀翻在地，按下述方法捆绑其嘴，以免咬人：用一根粗绳兜住下颔，绕往上颔打一结（亦可不打结），然后将两绳端绕向下颔再作一结，最后将两绳端引至耳后，在颈项上打第三结，在该结上再打一活结(图3-7)。捆绑后可对狗麻醉，尔后立即解绑。狗嘴被捆绑后，动物只能用鼻呼吸，若鼻腔有多量粘液

22、填积，可能造成窒息。有些麻醉药可引起呕吐，尤应注意。（2）头部的固定待狗处于麻醉状态，将其固定在手术台上。固定的姿势，依手术或实验内容而定，一般多采取仰卧位或俯卧位。前者便于颈、胸、腹、股等部的实验，后者便于脑和脊髓实验。铁制的狗头夹用于固定狗头并将狗固定于手术台上。（3）四肢的固定四肢的固定一般在头部固定以后。若动物取仰卧位，可将两后肢分开，先用粗棉绳的一端绕成活结（图3-8）缚扎于踝关节的上方；再将另一端分别缚在手术台两侧的木钩上。固定前肢时，前肢须平直放在躯干两侧。按上述方法用粗棉绳分别钭绑缚左右前肢，再从狗背后交叉穿过，压住对侧前肢小腿，分别缚在手术台两侧的木钩上。图3-7 捆绑狗嘴的

23、步骤 图3-8 绑扎动物四肢的扣结2猫和兔的固定方法（1）头部的固定固定猫头和兔头可分别用特制的猫头夹和兔头夹。兔头夹为附有铁柄的半圆形铁圈和一可调铁圈。固定时，先将麻醉好的兔颈部放在半圆形的铁圈上，再把嘴伸入可调铁圈内，调节适当位置后旋紧螺丝，最后将兔头夹的铁柄固定在实验台上。固定兔头可用粗棉绳，一端栓在家兔的两只上门齿，另一端栓在实验台的铁柱上。以上方法较适于仰卧位固定。（2）四肢的固定猫和兔取仰卧位时，方法与上述狗仰卧位四肢固定方法相同；若动物取俯卧位，前肢缚绳即不必左右交叉，将四肢缚绳直接固定在实验台两侧前后固定钩上即可。 现在的兔手术台两边常有可调的螺旋夹，使用方便。应用时要夹在家兔

24、四肢的适当部位，减轻动物的疼痛。第五节 实验动物的给药方法一、经口给药法 1灌胃法 适用于急性实验，用量准确。（1）小鼠灌胃法 小鼠灌胃管由12cm注射器连接尖端磨钝并稍加弯曲的7号注射针头组成，长45cm，直径约1mm。灌胃时，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部向外。右手持灌胃管沿口角插入口腔，用胃管轻压小鼠头部，使口腔和食道成一直线，再将胃管前端插入约到达膈肌水平(体重20g 左右的小鼠约34cm)，此时可稍感有抵抗。如动物无呼吸异常，即可将药注入；如遇阻力或动物蹩气时，则应抽出重插。小鼠的灌药量一般为每次0.20.8ml。如误插入气管时可引起动物

25、立即死亡。注完药液后，轻轻退出胃管。动作宜轻柔，细致，切忌粗暴，以免损伤食道及膈肌（图3-9）。图3-9小鼠灌胃法 图3-10 家兔灌胃法（2）大鼠灌胃法 大鼠的灌胃管长约68cm，直径约为1.2mm，尖端呈球状，插入灌胃管长度约为46cm。灌胃时，左手的拇指和食指固定大鼠下颌骨两侧，其余三个手指握住动物。大鼠灌胃法与小鼠基本相同。为防止插入气管，可先回抽注射器针栓，若无空气抽出说明不在气管内，即可注药。每次灌药量约为14ml。 （3）豚鼠灌胃法 助手以左手从动物背部把后肢伸开，握住腰部和双后肢，用右手拇、食指夹持两前肢。术者右手持灌胃管沿豚鼠上腭壁滑行，插入食道，轻轻向前推进46cm插入胃内

26、插管时亦可用木制或竹制的开口器，将导尿管穿过开口器中心的小孔插入胃内。插管完毕回抽注射器针栓，无空气抽出时，慢慢推注药液；如有空气抽出时，说明插入气管，应拔出重插。豚鼠每次灌药量约为15ml。 （4）兔灌胃法 用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器旋转地进入兔口并固定，左手将导尿管经开口器中央小孔插入。如无固定箱，则需两人协作进行，一人坐好，腿上垫好围裙，将兔的后肢夹于两腿间，左手抓住双耳，固定其头部，右手抓住其两前肢。操作者将开口器横放于兔口中，将兔舌压在开口器下面。此时助手的双手应将兔耳、开口器和两前肢同时固定好，操作者将导尿管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约1518c

27、m（图3-10）。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入，每次灌入液量可达80120ml。灌毕，可用少量清水冲洗胃管，然后拔出。拔出胃管时，应捏住导尿管的开口端，慢慢抽出；接近咽喉部时，动作应加快，迅速通过，以防残留液体进入咽喉、气管。 2口服法 适用于慢性实验和固体剂型药物。如药物为固体剂型时，可直接将药物放入实验动物口中，设法使其口服咽下。二、注射给药法1皮下注射（图3-11）（1）小鼠皮下注射 通常在背部皮下注射。注射时以左手拇指和中指将小鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个

28、三角形小窝；右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此刻可将药液注入。针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。大批动物注射时，可将小鼠放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，小鼠自然向前爬行，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注药液。图3-11 皮下注射示意图 图3-12小鼠腹腔注射示意图（2）大鼠皮下注射 注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下，推注药液。 （3）豚鼠皮下注射 部位可选用两肢内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧注射针头与皮肤呈45度角的方向刺入皮下，确定针头在皮下推入药液

29、拔出针头后，拇指轻压注药部位片刻。 （4）兔皮下注射法 参照小鼠皮下注射法。2腹腔注射法 （1）小鼠 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。右手持注射器，在小鼠左侧下腹部刺入皮下，沿皮下向前推进35mm，然后刺入腹腔。此时有抵抗力消失之落空感，在针头保持不动的状态下推入药液（图3-12）。一次可注射量为0.10.2ml/10g体重。腹腔注射时切勿使针头向上注射，以防刺伤内脏。 （2）大鼠、豚鼠、兔、猫 这些动物的腹腔注射皆可参照小鼠腹注射法。但应注意家兔与猫在腹白线两侧注射，离腹白线约1cm处进针。3肌肉注射法 （1）小鼠、大鼠、豚鼠 由于肌肉少，对这些动物一般不作肌肉注射。如果需要，可将动物

30、固定后，一手拉直动物一侧后肢，用57号针头刺入后肢大腿外侧肌肉内注液。小鼠一次注射量不超过0.1ml/只。 （2）兔 固定动物后，右手持注射器并与肌肉成60刺入肌肉中；然后回抽针栓，若无回血时将药液注入，注射后轻按摩注射部位，帮助药液吸收。4静脉注射法（1）小鼠、大鼠 多采用尾静脉注射。先将动物固定于固定器内（可采用筒底有小口的玻璃筒、金属或铁丝网笼）。将尾巴留在外面，以右手食指轻轻弹尾尖部，必要时可用4550的温水浸泡尾部或用75乙醇擦析，使尾部血管扩张充血、表皮角质软化。以食指与中指夹住尾巴根部，阻断尾静脉血流，使之充盈；以拇指和小指夹持尾尖部，无名指从下托起尾巴。用连接45号针头的注射器

31、与尾部呈30刺入静脉，推注药液无阻力、沿静脉血管可见一条白线说明在血管内，可注药。注射完毕后，拔出针头，轻按注射部止血。一般选择尾两侧静脉，并宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用。一次注射量为0.050.1ml/10g体重（图3-13）。大鼠亦可采舌下静脉注射；或者将其麻醉，切开其大腿内侧皮肤进行股静脉注射；亦可采颈外静脉注射。 图3-13 小鼠尾静脉注射（2）豚鼠 可选用多部位的静脉注射，如前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉、耳壳静脉或雄鼠的阴茎静脉，偶可采心内注射。一般前肢皮下头静脉穿刺易成功。也可先将后肢皮肤切开，暴露胫前静脉，直接穿刺注射，注射量不超过2ml。（3）家兔 一股采用耳缘

32、静脉。耳缘静脉沿耳背后缘行走、较粗、固定，剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。注射前可先轻弹或揉擦耳尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，使耳缘静脉充血。尽可能从远心端进针（以便为以后的进针留有余地），先刺破皮肤再刺入静脉，后顺着血管平行方向深入0.51cm，松开食指和中指，左手拇指和中指移至针头刺入部位压住，将针头与兔耳固定。随后可进行药物注射（图3-14）。若注射阻力较大或出现局部肿胀，说明针头没有刺入静脉，应立即拔出针头，在原注射点的近心段重新刺入。注射完毕，拔出针头，用棉球压住针孔，以免出血。若实验过程中需多次静脉给药，可用头皮针注射并用动脉夹将针头与兔耳固定以备用。图3-

33、14家兔耳缘静脉注射法 图3-15狗后肢静脉注射法（4）狗 抓取狗时，要用特制的钳式长柄夹夹住狗颈部和腰部，将它压倒在地。由助手将其固定好，剪去前肢或后肢皮下静脉部位的被毛（前肢多取内侧的头静脉，后肢多取外侧面的小隐静脉），静脉注射麻药或实验药物（图3-15）。 （5）淋巴囊注射法 蛙及蟾蜍常用淋巴囊给药。它们有数个淋巴囊（图3-16），该处注射药物易吸收。一般多为腹淋巴囊作为注射部位，将针头先经蛙后肢上端刺入，经大腿肌肉层，再刺入腹壁皮下腹淋巴囊内，然后注入药液。这种注射方法可防止拔出针头后药液外逸。注射量为0.251.0ml/只。 图3-16 蛙和蟾蜍的皮下淋巴囊第六节 实验动物的用药量和

34、换算一、实验动物用药量的确定动物实验常牵涉药物的使用，用药量与实验效果密切相关。剂量过小，效果不明显；剂量过大，动物会中毒、死亡。用药的剂量可按下列方法确定：根据文献（包括实验教材、参考书和发表的论文等）提供的剂量；根据临床使用的剂量换算而成。由于药品的生产的厂家、批号不同，动物的种系、饲养环境各异，应该在正规实验前进行预试验确定用药剂量。实验时可根据动物的年龄、体质和给药途径加以调整。年幼的动物适当减少用药剂量；如口服量为1时，灌肠量约为12，皮下注射量约为0.30.5，肌肉注射量约为0.20.3，静脉注射量约为0.25。二、实验动物与人用药量的换算人与动物对同一药物的耐受性相差很大。一般而

35、言，动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要大。人的各种药物的用量容易在书上查到，但动物用药量可查的资料较少；与人相比，动物应用的药物种类少得多。因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：若人用药量为1，小白鼠、大白鼠则为2550，兔、豚鼠为1520，狗、猫为510。此外，也可参照下列方法换算。1按人与动物的体表面积计算法来换算（1）人体体表面积计算法 计算我国人的体表面积，一般认为许文生氏公式较适用，即：体表面积（m2）=0.0061身高（cm）+0.0128体重(kg)-0.1529（2）动物的体表面积计算法 一般认为Meeh-Rubner氏公式较适用，即：A

36、体表面积，以m2计算）=K W（体重，以g计算）2/310000式中的K为一常数，随动物种类而不同：小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、猫9.8、狗11.2、猴11.8、人10.6(上列K值各家报导略有出入)。这样计算出来的表面积是粗略的估计值，不一定完全符合于每个动物的实测数值。（3）人及不同种类动物之间药物剂量的换算 先按Meeh-Rubner氏公式先算出2种动物的体表面积，再根据单位体表面积用药量相等的原理换算成公斤体重的用药剂量。例：某利尿药大白鼠灌胃给药时的剂量为250mg/kg，试粗略计算狗灌胃给药时可以试用的剂量。解：实验用大白鼠的体重一般在200g左右，其体表面积

37、A）为：A=9.12002/310000=0.0311m2250mg/kg的剂量如改以mg/m2表示，即为：2500.20.0311=1608mg/m2实验用狗的体重一般在10kg左右，其体表面积（A）为： A=11.2100002/310000=0.5198m2 狗的适当试用剂量为16080.519810=84mg/kg。2按mg/kg折算mg/m2转移因子计算mg/kg的相应转移因子可由表3-1查得，即为按mg/m2计算的剂量。然后按下列公式计算动物用药剂量：剂量（mg/kg）甲动物转移因子乙动物转移因子。例：同上。请计算出狗的适当试用剂量。 解：查表3-1得知，大鼠的转移因子为6，狗的

38、转移因子为19，代入上式。结果是：2506(大白鼠的转移因子)19（狗的转移因子）=79mg/kg3按人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表计算等效剂量比值表见表3-2。按下列公式计算：欲求动物的用药剂量=已知动物用药剂量体重（kg）2种动物的等效剂量比值/欲求动物的体重（kg）。例：同上。查表3-2知，12kg狗的体表面积为200g大白鼠的17.8倍。该药大白鼠的剂量为250mg/kg，200g的大白鼠需给药2500.2=50mg。狗的适当试用剂量为5017.812=74mg/kg。表3-1进行不同种类动物间剂量换算时的常用数据动物种类K值体重（kg）体表面积（m2）mg/kg-mg/m2

39、转换因子每kg体重占有体表面积相对比值小白鼠9.10.0180.020.0220.0240.00660.00670.00710.00762.93.03.13.2粗略值31.0(0.02kg)大白鼠9.10.100.150.200.250.01960.02570.03110.07615.15.86.46.9粗略值60.47(0.20kg)豚鼠9.80.300.400.500.600.04390.05320.06170.06976.87.58.18.6粗略值80.40（0.40kg)家兔10.11.502.002.500.13230.16080.186011.312.413.4粗略值120.24(

40、2.0kg)猫9.02.002.503.000.15710.13240.205912.713.714.6粗略值140.22(2.5kg)狗11.25.0010.0015.000.32750.51990.681215.319.222.0粗略值190.16(10.0kg)猴11.82.003.004.000.18780.24550.297310.712.213.5粗略值120.24(3.0kg)人10.640.0050.0060.001.23981.43861.624632.234.836.9粗略值350.08(50.0kg)表3-2人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表小白鼠(20g)大白鼠(

41、200g)豚鼠(400g)家兔(1.5kg)猫(2.0kg)猴(4.0kg)狗(12kg)人(70kg)小白鼠(20g)1.07.012.2527.829.764.1124.2378.9大白鼠(200g)0.141.01.743.94.29.217.856.0豚鼠(400g)0.080.571.02.252.45.24.231.5家兔(1.5kg)0.040.250.441.01.082.44.514.2猫(2.0kg)0.030.230.410.921.02.24.113.0猴(4.0kg)0.0160.110.190.420.451.01.96.1狗(12kg)0.0080.060.100

42、220.230.521.08.1人(70kg)0.00260.0180.0310.070.0780.160.821.0三、药物浓度和给药容量的换算动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml数），以便给药。 换算的步骤分为：算出动物需用药量；按下列比例式计算用药量（X）：g（mg）:100ml = 动物用药量g（mg）:X（欲求用药 ml数）。（药品百分比浓度）例1：计算给体重1.8kg的家兔，静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？计算方法：兔每用药量=1g/kg1

43、8kg=1.8g；按下列公式算出用药量：20（g）:100（ml）=1.8（g）:X（ml）X=1.8100/20=9ml。即体重为1.8kg的家兔，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液9ml。第七节 实验动物的麻醉一、麻醉前的准备及麻醉药的选择狗和猫要在麻醉前应禁食12h以上，以减轻麻醉可能引起的呕吐反应。需在全麻下手术的慢性实验动物，应予以适当的麻醉前用药。这可使动物麻醉过程平稳，减少麻醉药的副作用和药量，有利于手术顺利进行和术后恢复。一般急性实验，通常麻醉前不需给药，因这类药物可能干扰拟观察的生理活动，给分析实验结果带来困难或影响实验的正确性。不同麻醉药对动物的生理机能影响不同，它们的副作用和

44、麻醉效果也不同；因此，选择适当的麻醉药能保证实验的顺利进行和获得正确的结果。例如吗啡对狗有很好的止痛镇静作用，可用作麻醉前给药；然而吗啡能引起猫的强烈、持久的兴奋作用，故不适用于猫的麻醉前给药。吗啡具有很强的抑制中枢和减少胰液、胆汁等消化液的分泌，影响消化道的蠕动，抗利尿作用；因此，吗啡不适宜用于呼吸、消化、泌尿等机能实验。理想的麻醉药物应具备以下三个条件：麻醉完善，使动物完全无痛；对动物的毒性及所研究的机能影响最小；应用方便。二、常用麻醉药的种类1. 局部麻醉以0.52普鲁卡因给动物作皮下浸润麻醉，可进行局部手术。2. 全身麻醉(1) 吸入麻醉乙醚(Ether)醮在棉球并放入玻璃罩内，利用其

45、挥发而经呼吸道进入肺泡吸收，适用于各种动物麻醉。尤其是短时间的手术或实验，吸入后约1520min开始发挥作用。乙醚麻醉的优点是麻醉的深度易于掌握且较安全，麻醉后苏醒快。缺点是需要专人管理；在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用；对于欠缺经验的操作者，容易因乙醚麻醉过深而使动物死亡。此外，乙醚易燃、易爆，对人亦有作用，使用时应避火、通风、注意安全。(2) 注射麻醉巴比妥类 各种巴比妥类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦长短不一。戊巴比妥纳(Sodium Pentobarbital)作用时间为12h，属中效巴比妥类，实验中最为常用。常配成13的水溶液，由静脉或腹腔给药。环乙烯巴比妥类(Sodium Hexobarbital)作用时间为1520min，硫喷妥钠(Sodium Thiopental)作用时间仅1015min，属短效或超短效巴比妥类，适用于较短时程的实验。巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，故应防止给药过多过快。对心血管系统有复杂的影响，故这类药物最好不用于研究心血管机能的实验动物麻醉。氯醛糖 本药溶解度较小，常配成2水溶液。使用前需先在水浴锅中加温至6070C使其溶解；但加热温度不宜过高，